Новости онкологии

27.08.2018

Значение кишечной микробиоты при иммунотерапии злокачественных новообразований. Взгляд онколога, иммунолога, гастроэнтеролога и микробиолога

Семиглазова Т.Ю.1,2, Бриш Н.А.1, Галунова Т.Ю.1, Бернацкий А.С.1, Семиглазов В.В.1,3, Балдуева И.А.1,2, Проценко С.А.1

1 ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Петрова» Минздрава России;
2 ФГБОУ ВО «СЗГМУ им. И.И. Мечникова» Минздрава России;
3 ФГБОУ ВО «Первый СПбГМУ им. акад. И.П. Павлова» Минздрава России,
Санкт-Петербург

Современная концепция симбиотических взаимоотношений между макроорганизмом и микробиотой кишечника не вызывает сомнений. На состав микробиоты прежде всего влияют факторы окружающей среды, генетические и иммунные факторы организма хозяина. Дисбиоз кишечника может привести к доминированию некоторых видов бактерий, способствующих активации механизмов канцерогенеза и развитию злокачественных опухолей толстой кишки за счет хронического воспаления или местной иммуносупрессии. В эру иммуноонкологии роль кишечной микробиоты в формировании ответа на иммунотерапию злокачественных новообразований представляет большой интерес для медицинского сообщества. Учитывая, что состав кишечной микробиоты является индивидуальным для каждого человека, ее исследование как нельзя лучше вписывается в набирающую силу концепцию персонализированного медицинского подхода.

Ключевые слова: кишечная микробиота, иммунотерапия, checkpoint-ингибиторы, антибиотикотерапия.


ВВЕДЕНИЕ

Роль кишечной микробиоты в различных аспектах лечения онкологических заболеваний с каждым годом становится все более значимой темой для медицинского сообщества. Это имеет свое отражение в количестве научных публикаций: при поиске работ, содержащих указание на связь состава микробиома с онкологическими заболеваниями, представлено более 1500 статей. Разрабатываются новые методы использования микроорганизмов в диагностике, лечении и прогнозировании отдельных злокачественных новообразований. Изучением роли количественного и качественного состава микрофлоры в формировании ответа на различные терапевтические агенты в настоящее время занимаются исследователи во многих странах мира. Большой интерес представляют научные работы, посвященные области иммунотерапии онкологических заболеваний. Также определение состава кишечной микробиоты является одной из перспективных задач, которая в будущем позволит оценивать клинический ответ на применение таргетных препаратов.


состав кишечной микробиоты СИМБИОТИЧЕСКИЕ ВЗАИМООТНОШЕНИЯ
МАКРООРГАНИЗМА И МИКРОБИОТЫ КИШЕЧНИКА

Микробиом желудочно-кишечного тракта в представлении современной науки рассматривается как гетерогенный набор разнообразных микроорганизмов, количественно и качественно отличающийся у каждого индивида и играющий значительную роль в биохимическом, метаболическом и иммунном гомеостазе макроорганизма, а также представляющий собой неспецифический барьер от экзогенных факторов агрессии. Условия среды в толстой кишке способствуют нормальной жизнедеятельности микроорганизмов, и численность 36000 видов бактерий достигает пиковых значений – 1010-1013 КОЕ/мл (1011 бактерий на грамм кишечного содержимого) именно в этом отделе кишечника [1-3]. Анаэробные бактерии преобладают над аэробами в соотношении 1000:1 [1-3]. На основании данных научных исследований общей популяции в Америке (клиническое исследование HMP) и в Европе (клиническое исследование MetaHIT) было показано, что доминантными типами микроорганизмов в составе микробиоты являются Bacteroidetes и Firmicutes [4-6].

Колонизация желудочно-кишечного тракта микроорганизмами начинается сразу же после рождения, а точнее уже при прохождении плода через родовые пути матери [7-9]. На разнообразие микробиома оказывает влияние большое количество факторов, таких как диета, половая и этническая принадлежность [10-14]. Способ родоразрешения при этом оказывается очень важным фактором, который обусловливает получение новорожденным первичной микробиоты. В нескольких зарубежных исследованиях доказана корреляция между кесаревым сечением и становлением иммунной системы [15-18]. Это означает, что состав комменсальной микрофлоры может играть роль в иммунном ответе и, таким образом, возможно, определяет уровень восприимчивости организма к различным заболеваниям [8, 19]. Дисбиоз кишечника, как проявление нарушения равновесия в бактериальной экосистеме, приводит к превалированию количества некоторых видов бактерий над другими. Это может с большой степенью вероятности способствовать активации механизмов канцерогенеза и, как следствие, возникновению злокачественных новообразований [20-24].

Следует учитывать, что кишечный микробиом – модифицируемая единица, что может быть залогом хороших результатов восстановления благоприятного микробиоценоза у онкологических больных. С началом развития методов иммунотерапии в последние годы стала рассматриваться также тема роли кишечной микробиоты в формировании ответа на воздействие различных классов противоопухолевых препаратов. Результаты достаточно большого количества исследований показывают, что при внесении бактериальных образцов от доноров в организм пациентов, страдающих от онкологических заболеваний, стимулируется рост собственной микробиоты у реципиентов, увеличение ее разнообразности, что в свою очередь повышает способность организма осуществлять контроль над механизмами канцерогенеза [25-31]. Это дает основание дальнейшему исследованию корреляции между использованием иммунотерапевтических методов лечения злокачественных новообразований и значением состава микрофлоры кишечника. Некоторые исследователи говорят о том, что микробиота кишечника оказывает влияние на распространенность опухоли и, следовательно, продолжительность жизни пациентов путем воздействия на процессы молекулярного окислительного стресса [32-33] и системную генотоксичность периферических лейкоцитов [31], что приводит к снижению активности процессов системного воспаления, играющего основную роль в развитии злокачественных новообразований.

Учитывая, что состав кишечной микробиоты индивидуален для каждого отдельного человека, можно говорить о том, что необходимость его изучения соответствует принципам персонализированной медицины.


КИШЕЧНАЯ МИКРОБИОТА КАК МОДУЛЯТОР ОТВЕТА
НА ИММУНОТЕРАПИЮ ЗЛОКАЧЕСТВЕННЫХ ОПУХОЛЕЙ

Большинство работ, посвященных определению ключевой роли микробиома кишечника, были выполнены на мышиных моделях. В подавляющем большинстве исследований было показано, что ответ опухоли на терапию химиопрепаратами и check-point ингибиторами (ингибиторами иммунных «точек контроля») [25, 34-38] был обусловлен накоплением опухолеспецифических Т-клеток CD8+ [37, 39-41]. Также в некоторых исследованиях было освещено участие дендритных клеток в активации данных механизмов, при этом установлено увеличение накопления и прайминга CD8+ Т-лимфоцитов в микроокружении опухоли [37, 42].

Мнение о том, бактерии каких преимущественно типов могут опосредовать наилучший ответ на противоопухолевую иммунотерапию, до сих пор не стало единым. Имеются данные о том, что наиболее выраженную эффективность показывают анти-PD-1-препараты, применяющиеся для пациентов, у которых обнаруживается преобладание бактерий рода Ruminococcaceae в фекальных образцах [43]. Однако исследователи других крупных лабораторий сообщают о том, что относительное превалирование Clostridiales [38] связано с более высокой эффективностью проводимой терапии, а также есть сведения, говорящие, что у когорт пациентов с преобладанием Faecalibacterium значительно повышает показатель выживаемости без прогрессирования (PFS) [44]. При этом пациенты, в образцах которых отмечалось повышенное содержание Bacteroidales, имели меньшую PFS по сравнению с группой пациентов со сниженным количеством этих бактерий в образцах.

В противоположность вышеупомянутым результатам имеется мнение, что эффективность анти-CTLA-4-терапии взаимосвязано с наличием в составе кишечной нормобиоты различных представителей рода Bacteroidales. На базе мышиных моделей, для того чтобы убедиться в связи доминирования Bacteroidales spp. с противоопухолевым эффектом анти-CTLA-4-препаратов, были выполнены повторные колонизации желудочно-кишечного тракта фекальными образцами, полученными от доноров и содержащими изоляты представителей рода Bacteroidales. На основании полученных данных было установлено, что заселение кишечника сочетанием B. fragilis и Burkholderia cepacia было связано с более выраженной эффективностью анти-CTLA-4-препаратов, в отличие от всех других использованных изолятов [38]. По мнению авторов, формирование ответа на иммунотерапию могло быть обусловлено Akkermansia muciniphila, так как эти бактерии являются комменсалами, и их присутствие в фекальных образцах было чаще связано с наилучшим клиническим исходом заболевания [38].

В нескольких научных исследованиях было установлено, что повышение количества бактерий рода Bifidobacterium в составе кишечного микробиома формирует Т-клеточный противоопухолевый ответ [37, 39-40]. Также было показано, что обладание комменсальной флорой с превалированием рода Bifidobacterium может обусловливать повышение активности противоопухолевого иммунитета, что тем самым улучшает эффект анти-PD-L1-терапии [37].

И, конечно же, оценка взаимосвязи ответа на анти-CTLA-4-препараты с количественным и качественным составом микробиома кишечника в настоящее время также имеет большую ценность. Анализ ряда зарубежных исследований показал, что имеются веские доказательства наличия изменений на уровне рода микроорганизмов сразу же после инициации лечения злокачественных новообразований с применением CTLA-4-ингибиторов. Так, было зафиксировано быстрое уменьшение представительства как Bacteroidales, так и Burkholderiales, с относительным преобладанием содержания Clostridiales при использовании ипилимумаба [38, 46].

Из всего вышеизложенного можно сделать заключение, что CTLA-4-ингибиторы могут влиять на количественный состав рода Bacteroides spp. в кишечнике, обладающего иммуногенными свойствами, что, в свою очередь, влияет на эффективность препаратов данной группы.

Эффективность иммунотерапии онкологических заболеваний
в условиях предшествующей антибиотикотерапии

Из проанализированных данных следует, что наиболее выраженный эффект иммунотерапии злокачественных опухолей возможно ожидать у пациентов, имеющих более широкое представительство микроогранизмов в составе микробиома кишечника. Следовательно, встает вопрос о пользе изучения влияния антибиотиков, которое они оказывают на эффективность применения методов иммунотерапии онкологических заболеваний, например, checkpoint-ингибиторов. Тот факт, что использование антибактериальных препаратов влечет за собой резкое изменение количественного и качественного состава микробиоты, как патогенной, так и комменсальной, на настоящее время доказан во множестве исследований [47-49]. Антибиотики, независимо от пути введения их в организм, изменяют гомеостатическое равновесие бактериальной флоры кишечника [50-51], что существенно влияет на метаболизм всей совокупности микроорганизмов. В недавнем времени было установлено, что бактерии имеют значительное влияние на дифференцировку стволовых клеток. В свою очередь антимикробные препараты, изменяя состав микробиоценоза кишечника, приводят к различным модификациям путей развития клеток и, как следствие, к нарушениям физиологии на всех уровнях жизнедеятельности макроорганизма [52].

Кишечная микробиота играет важную роль в формировании иммунного ответа хозяина, поэтому необходимо учитывать то, что изменения ее состава могут приводить к негативным последствиям для макроорганизма [53]. Это было показано в ряде исследований, результаты которых говорят о том, что имеется определенная связь между составом микробиома и риском развития некоторых аутоиммунных заболеваний [53-55]. Согласно имеющимся данным нескольких доклинических исследований, микробиота влияет на активность ингибиторов иммунных контрольных точек, а применение антибактериальных препаратов широкого спектра действия приводит к снижению эффекта от их применения [56-57]. Существует мнение, что отрицательный эффект антибиотикотерапии на фоне использования checkpoint-ингибиторов связан исключительно с элиминацией комменсальной флоры.

На ежегодном международном урологическом симпозиуме (Орландо, Флорида), который был проведен в феврале 2017 года, были представлены результаты ретроспективного анализа данных 80 пациентов (Lisa Derosa et al., 2017) [56], установившие отчетливое снижение эффективности применения checkpoint-ингибиторов у больных почечно-клеточным раком, подвергшихся эмпирической или этиологической антибактериальной терапии за месяц до начала специального лечения.

Больным с диагнозом «метастатический почечно-клеточный рак» проводилась иммунотерапия ингибиторами иммунных «точек контроля»: монотерапия PD-1 или PD-L1 ингибиторами (n=67); комбинированная терапия PD-1 и CTLA-4 ингибиторами (n=10); комбинация PD-L1-ингибиторов и бевацизумаба (n=3). Из 80 пациентов почечно-клеточным раком (65% из которых являлись мужчинами) за месяц до начала иммунотерапии 16 больных (20%) получали антибактериальную терапию в основном антибиотиками широкого спектра действия (бета-лактамные антибиотики и фторхинолоны). Большинству больных ПКР (80%) была ранее выполнена нефрэктомия. В исследовании показано, что более агрессивное течение почечно-клеточного рака после лечения ингибиторами точек иммунного контроля наблюдается у больных, подвергшихся антибактериальной терапии, в сравнении с пациентами, не получавшими антибактериальные препараты (медиана времени до прогрессирования составила 2,3 и 8,1 месяца соответственно, p<0,001) [55, 56].

В марте 2018 года были представлены данные исследования о воздействии на показатель общей выживаемости больных почечно-клеточным раком (ПКР) и немелкоклеточным раком легкого (НМРЛ) антибиотикотерапии, начатой до иммунотерапии check-point-ингибиторами. Были проанализированы когорта пациентов с распространенной формой почечно-клеточной карциномы (n=121) и пациенты с НМРЛ (n=239). В когорте ПКР 88% пациентов получали монотерапию анти-PD-1 или анти-PD-L1-препаратами. Остальные пациенты получали анти-PD-1 или анти-PD-L1-терапию в комбинации с анти-CTLA-4-препаратами (8%) или бевацизумабом (4%). В когорте пациенты НМРЛ получали либо только анти-PD-1 или анти-PD-L1-терапию (86%), либо в комбинации с анти-CTLA-4-терапией (14%). Шестнадцать пациентов (13%) в группе ПКР и 48 (20%) в группе НМРЛ получали антибиотики в течение 30 дней после начала специального лечения. По сравнению с пациентами с ПКР, которые не получали антибиотики, пациенты, получившие курс антибиотикотерапии, имели более низкие показатели выживаемости: общей выживаемости (17,3 против 30,6 мес.; ОР 3,5 [95% ДИ 1,1-10,8]; р=0,03) и выживаемости без прогрессирования (1,9 против 7,4 мес.; ОР 3,1 [95% ДИ 1,4-6,9]; p<0,01) соответственно. В группе пациентов с НМРЛ, которые получали антибиотики, также отмечалась более низкая медиана общей выживаемости (7,9 против 24,6 мес.; ОР 4,4 [95% ДИ 2,6-7,7]; p<0,01), а также была низкой и медиана выживаемости без прогрессирования (1,9 против 3,8 мес.; ОР 1,5 [95% ДИ 1,0-2,2]; p=0,03) [56].

Бытует мнение о том, что отрицательное влияние антибиотиков на формирование ответа на иммунотерапию обусловлено их способностью подавлять «эссенциальную» микрофлору кишечника. Это также было подтверждено рядом работ, выполненных на мышиных моделях [53-55].

Именно поэтому подобные исследования являются очевидно перспективными и могут обосновать необходимость определения дефицитных энтеротипов и проведения фекальной микробной трансплантации для улучшения противоопухолевого ответа различных злокачественных заболеваний на иммунотерапию check-point ингибиторами.


РАЗРАБОТКА СТАНДАРТОВ ИЗУЧЕНИЯ
КИШЕЧНОЙ МИКРОБИОТЫ У ОНКОЛОГИЧЕСКИХ БОЛЬНЫХ

Определение состава кишечной микробиоты у онкологических больных сопряженно с рядом нерешенных вопросов:

  • определение наиболее информативного локуса забора биоматериала;
  • разработка методов забора, хранения, транспортировки биоматериала;
  • разработка «банка микробиоты» (методы консервации культивируемых микроорганизмов, их последующее восстановление);
  • синтезирование продуктов жизнедеятельности бактерий;
  • изучение микробиоты после различных вмешательств, определение наиболее страдающего звена;
  • донация макроорганизма.

Существующие методы изучения толстокишечной микробиоты (табл. 1) также разнятся по точности, чувствительности, специфичности, трудоемкости, стоимости и доступности выполнения метода в рутинной клинической практике [58-62].

Таблица 1. Сравнительная оценка существующих методов изучения толстокишечной микробиоты [63].

Метод Достоинства Недостатки
Культуральный [58-62] Распространенность, относительная доступность, выделение чистой культуры Трудоемкость, долговременность, изучаемый спектр 2-4% от общего количества микроорганизмов
ПЦР [58-62] Высокая чувствительность и специфичность, автоматизация, быстрый результат Высокая вероятность ложноположительных/ложноотрицательных результатов, констатация присутствия/отсутствия микробных тел
RT-Q-PCR [58-62] Высокая точность, быстрый результат Отсутствие полных баз данных для сравнения, дороговизна
Секвенирование 16S рРНК [58-62] Простота выполнения, возможность проследить путь эволюции, наличие баз данных Широкий разброс разнообразия видов, невозможность оценить биологические функции
Полногеномное секвенирование [58-62] Определение биологических функций, качественно-количественное соотношение микроорганизмов Высокая стоимость, сложность выполнения, отсутствие баз данных
Изучение метаболома [58] Высокая чувствительность, быстрота Высокая стоимость, многократные повторения, оценка только ранее секвенированных микроорганизмов

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Кишечная микробиота является потенциально модифицируемой единицей, поэтому различного рода вмешательства для восстановления благоприятной микрофлоры у онкологических больных будут благоприятно сказываться на прогнозе заболевания. Для этого научному медицинскому сообществу предстоит разрешить ряд важных задач, в том числе:

  • разработать стандарты изучения кишечной микробиоты;
  • оценить факторы риска развития онкологических заболеваний (качественный и количественный состав кишечной микрофлоры) при нарушениях функционирования кишечной микрофлоры;
  • Обеспечить донацию «здоровой» (полноценной) микрофлоры кишечника с целью повышения эффективности иммунотерапии, в том числе, checkpoint-ингибиторами, особенно у онкологических пациентов после применения антибиотикотерапии.

Литература:

  1. Hawrelak J.A., Myers S.P. The causes of intestinal dysbiosis: a review. Altern. Med. Rev. 2004; Vol. 9; P.180-197.
  2. Stark PL, Lee А. The microbial ecology of the large bowel of breast-fed and formula-fed infants during the first year of life. J Med Microbiol. 1982; 5(2): 189-203.
  3. Tuohy K., Del Rio D. Diet-microbe interactions in the gut. Elsevier Science. 2014; 268.
  4. Кожевников А.А., Раскина К.В., Мартынова Е.Ю., Тяхт А.В., Перфильев А.В., Драпкина О.М. и др. Кишечная микробиота: современные представления о видовом составе, функциях и методах исследования. РМЖ. 2017; №17, стр. 1244-1247.
  5. Arora T., Bäckhed F. The gut microbiota and metabolic disease: current understanding and future perspectives. J. Intern. Med. 2016; Vol.280; №4: 339-349.
  6. Salminen S., Bouley C., Boutron-Ruault M.-C., Cummings J.H., Franck A., Gibson G.R., et al. Functional food science and gastrointestinal physiology and function. Br J. Nutr. 1998; 80 (suppl1).
  7. Хавкин А.И. Микробиоценоз кишечника и иммунитет. РМЖ. 2003; №3(11); стр.122-125.
  8. Dominguez-Bello M.G., Blaser M.J., Ley R.E, Knight R. Development of the human gastrointestinal microbiota and insights from high-throughput sequencing. Gastroenterology. 2011; 140: 1713e1719.
  9. Sekirov I, Russell S.L, Antunes L.C, et al. Gut microbiota in health and disease. Physiol. Rev. 2010; Vol. 90.
  10. Arumugam M, Raes J, Pelletier E, Le Paslier D, Yamada T, Mende DR, et al. Enterotypes of the human gut microbiome. Nature; 473(7346): 174-180.
  11. Iizumi T, Battaglia T., Ruiz V., Perez Perez GI. Gut Microbiome and Antibiotics. Arch Med Res. 2017; 48(8): 727-734.
  12. Koenig JE, Spor A, Scalfone N, Fricker AD, Stombaugh J, Knight R, Angenent LT, et al. Succession of microbial consortia in the developing infant gut microbiome. Proc Natl AcadSci U S A. 2011 Mar 15; 108; Suppl 1: 4578-85.
  13. Qin J, Li R, Raes J, Arumugam M, Burgdorf KS, Manichanh C., et al. A human gut microbial gene catalogue established by metagenomic sequencing. Nature. 2010 Mar 4; 464(7285): 59-65.
  14. Yatsunenko T, Rey FE, Manary MJ, Trehan I, Dominguez-Bello MG, Contreras M., et al. Human gut microbiome viewed across age and geography. Nature. 2012 May 9; 486(7402): 222-227.
  15. Bager P, Melbye M, Rostgaard K, Benn CS, Westergaard T. Mode of delivery and risk of allergic rhinitis and asthma. J Allergy ClinImmunol. 2003 Jan; 111(1): 51-56.
  16. Cardwell CR, Stene LC, Joner G, Cinek O, Svensson J, Goldacre MJ. Caesarean section is associated with an increased risk of childhood-onset type 1 diabetes mellitus: a meta-analysis of observational studies. Diabetologia. 2008 May; 51(5): 726-735.
  17. Debley JS, Smith JM, Redding GJ, Critchlow CW. Childhood asthma hospitalization risk after cesarean delivery in former term and premature infants. Ann Allergy Asthma Immunol. 2005 Feb; 94(2): 228-233.
  18. Phillips J, Gill N, Sikdar K, Penney S, Newhook LA. History of cesarean section associated with childhood onset of T1DM in Newfoundland and Labrador, Canada. J Environ Public Health. 2012; 2012: 635097.
  19. Zeissig S, Blumberg R.S. Life at the beginning: perturbation of the microbiota by antibiotics in early life and its role in health and disease. Nat Immunol. 2014 Apr; 15(4): 307-310.
  20. Бельмер С.В. Антибиотик-ассоциированный дисбактериоз кишечника. РМЖ. 2004; №3 (12); стр. 148-151.
  21. Янковский Д.С. Микробная экология человека: современные возможности ее поддержания и восстановления. К.: Эксперт ЛТД, 2005; стр. 362.
  22. Burns A.J, Rowland I.R. Anti-carcinogenicity of probiotics and prebiotics. Curr Issues IntestMicrobiol. 2000 Mar; 1(1): 13-24.
  23. Grivennikov SI1, Wang K, Mucida D, Stewart CA, Schnabl B, Jauch D., et al. Adenoma-linked barrier defects and microbial products drive IL-23/IL-17-mediated tumour growth. Nature. 2012 Nov 8; 491(7423): 254-258.
  24. Wu S1, Rhee KJ, Albesiano E, Rabizadeh S, Wu X, Yen HR., et al. A human colonic commensal promotes colon tumorigenesis via activation of T helper type 17 T cell responses. Nat Med. 2009 Sep; 15(9): 1016-1022.
  25. Ghiringhelli F1, Larmonier N, Schmitt E, Parcellier A, Cathelin D, Garrido C., et al. CD4+CD25+ regulatory T cells suppress tumor immunity but are sensitive to cyclophosphamide which allows immunotherapy of established tumors to be curative. Eur J Immunol. 2004 Feb; 34(2): 336-344.
  26. Noriho Iida, Amiran Dzutsev, C. Andrew Stewart, Loretta Smith, Nicolas Bouladoux, Rebecca A. W., et al. Commensal Bacteria Control Cancer Response to Therapy by Modulating the Tumor Microenvironment. Science. 22 Nov 2013; Vol.342, Issue 6161, pp.967-970.
  27. Pochard P, Gosset P, Grangette C, Andre C, Tonnel AB, Pestel J, et al. Lactic acid bacteria inhibit TH2 cytokine production by mononuclear cells from allergic patients. J Allergy ClinImmunol. 2002 Oct; 110(4): 617-623.
  28. Viaud S, Flament C, Zoubir M, Pautier P, LeCesne A, Ribrag V., et al. Cyclophosphamide induces differentiation of Th17 cells in cancer patients. Cancer Res. 2011 Feb 1; 71(3): 661-665.
  29. Viaud S., Saccheri F., Mignot G., Yamazaki T., Daillère R., Dalil H., et al. The Intestinal Microbiota Modulates the Anticancer Immune Effects of Cyclophosphamide. Science. 22 Nov 2013; Vol.342; Issue 6161; pp.971-976.
  30. Vicari AP, Chiodoni C, Vaure C, Aït-Yahia S, Dercamp C, Matsos F., et al. Reversal of tumor-induced dendritic cell paralysis by CpGimmunostimulatory oligonucleotide and anti-interleukin 10 receptor antibody. J Exp Med. 2002 Aug 19; 196(4): 541-549.
  31. Yamamoto ML, Maier I, Dang AT, Berry D, Liu J, Ruegger PM, et al. Intestinal bacteria modify lymphoma incidence and latency by affecting systemic inflammatory state, oxidative stress, and leukocyte genotoxicity. Cancer Research. 73: 4222-4232.
  32. Joo H.M., Hyun Y.J., Myoung K.S., Ahn Y.T., Lee J.H., Huh C.S., et al. Lactobacillus johnsonii HY7042 ameliorates Gardnerella vaginalis-induced vaginosis by killing Gardnerella vaginalis and inhibiting NF-κB activation. IntImmunopharmacol. 2011 Nov; 11(11): 1758-1765.
  33. Valladares R., Sankar D., Li N., Williams E., Lai K., Abdelgelie A., et al. Lactobacillus johnsonii N6.2 Mitigates the Development of Type 1 Diabetes in BB-DP Rats. PLoS One. 2010; 5: e10507; 41.
  34. Pardoll D. Cancer and the Immune System: Basic Concepts and Targets for Intervention. SeminOncol. 2015 Aug; 42(4): 523-538.
  35. Peled JU, Devlin SM, Staffas A, Lumish M, Khanin R, Littmann ER, et al. Intestinal Microbiota and Relapse After Hematopoietic-Cell Transplantation. J ClinOncol. 2017 May 20; 35(15): 1650-1659.
  36. Routy B., Chatelier E., Derosa L., Duong C., Tidjani Alou M., Daillère R., et al. Gut microbiome influences efficacy of PD-1-based immunotherapy against epithelial tumors. Science. 2 Nov 2017; eaan3706.
  37. A. Sivan, L. Corrales, N. Hubert, J.B. Williams, Keston Aquino-Michaels, Zachary M. Earley, et al. Commensal Bifidobacterium promotes antitumor immunity and facilitates anti-PD-L1 efficacy. Science. 2015 Nov 27; 350(6264): 1084-1089.
  38. Vétizou M., Pitt J.M., Daillère R., Lepage P., Waldschmitt N., Flament C., et al. Anticancer immunotherapy by CTLA-4 blockade relies on the gut microbiota. Science. 2015 Nov 27; 350(6264): 1079-1084.
  39. Dong P, Yang Y, Wang WP. The role of intestinal bifidobacteria on immune system development in young rats. Early Hum Dev. 2010 Jan; 86(1): 51-58.
  40. López P, Gueimonde M, Margolles A, Suárez A: Distinct Bifidobacterium strains drive different immune responses in vitro. Int J Food Microbiol. 2010; 138: 157-165.
  41. Ménard O, Butel M.J, Gaboriau-Routhiau V, Waligora-Dupriet AJ. Gnotobiotic mouse immune response induced by Bifidobacterium sp. strains isolated from infants. Appl Environ Microbiol. 74: 660-666.
  42. Spranger S, Spaapen RM, Zha Y, Williams J, Meng Y, Ha TT, Gajewski TF. Up-regulation of PD-L1, IDO, and T(regs) in the melanoma tumor microenvironment is driven by CD8(+) T cells. SciTransl Med. 2013 Aug 28; 5(200): 200ra116.
  43. Gopalakrishnan V., Spencer C.N., Nezi L., Reuben A., Andrews M.C., Karpinets T.V., Prieto P.A., et al. Gut microbiome modulates response to anti-PD-1 immunotherapy in melanoma patients. Science. 5 Jan 2018; Vol. 359; Issue 6371: 97-103.
  44. Chaput N, Lepage P, Coutzac C, Soularue E, Le Roux K, Monot C, et al. Baseline gut microbiota predicts clinical response and colitis in metastatic melanoma patients treated with ipilimumab. Ann Oncol. 2017 Jun 1; 28(6): 1368-1379.
  45. Xu H, Yang J, Gao W, Li L, Li P, Zhang L., et al. Innate immune sensing of bacterial modifications of Rho GTPases by the Pyrin inflammasome. Nature. 2014 Sep 11; 513(7517):237-241.
  46. Huang JY, Lee SM, Mazmanian SK. The human commensal Bacteroidesfragilis binds intestinal mucin. Anaerobe. 2011 Aug; 17(4): 137-141.
  47. Dethlefsen L, Huse S, Sogin ML, Relman DA. The pervasive effects of an antibiotic on the human gut microbiota, as revealed by deep 16S rRNA sequencing. PLoS Biol. 2008 Nov 18; 6(11): e280.
  48. Dethlefsen L, Relman DA. Incomplete recovery and individualized responses of the human distal gut microbiota to repeated antibiotic perturbation. Proc Natl AcadSci U S A. 2011 Mar 15; 108; Suppl 1: 4554-61.
  49. Jernberg C, Löfmark S, Edlund C, Jansson JK. Long-term ecological impacts of antibiotic administration on the human intestinal microbiota. ISME J. 2007 May; 1(1): 56-66.
  50. Bartosch S, Fite A, Macfarlane GT, McMurdo ME. Characterization of bacterial communities in feces from healthy elderly volunteers and hospitalized elderly patients by using real-time PCR and effects of antibiotic treatment on the fecal microbiota. Appl Environ Microbiol. 2004 Jun; 70(6): 3575-81.
  51. Palmer C, Bik EM, DiGiulio DB, Relman DA, Brown PO. Development of the human infant intestinal microbiota. PLoS Biol. 2007 Jul; 5 (7): e177.
  52. www.ascopost.com/News/48357.
  53. Kamada N, Núñez G. Regulation of the immune system by the resident intestinal bacteria. Gastroenterology. 2014 May; 146(6): 1477-1488.
  54. Kamada N, Seo SU, Chen GY, Núñez G. Role of the gut microbiota in immunity and inflammatory disease. Nat Rev Immunol. 2013 May; 13(5): 321-335.
  55. Derosa L., Routy B., Enot D., Baciarello G., Massard C., Loriot Y., et al. Impact of antibiotics on outcome in patients with metastatic renal cell carcinoma treated with immune checkpoint inhibitors. J ClinOncol. 2017; 35; suppl 6S; abstract 462.
  56. www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC44896221/.
  57. Derosa L., Hellmann M.D., Spaziano M., Halpenny D., Fidelle M, Rizvi H., et al Negative association of antibiotics on clinical activity of immune checkpoint inhibitors in patients with advanced renal cell and non-small cell lung cancer. Ann Oncol. 1 June 2018; Vol.29; Issue 6; P.1437-1444. https://doi.org/10.1093/annonc/mdy103.
  58. Полуэктова Е.А., Ляшенко О.С., Шифрин О.С. и др. Современные методы изучения микрофлоры желудочно-кишечного тракта человека. РЖГГК. 2014; №2, стр. 85-91.
  59. Blaut M., Collins M.D., Welling G.W., et al. Molecular biological methods for studying the gut microbiota: The EU human gut flora project. Br. J. Nutr. 2002; Vol.87 (suppl. 2): 203-211.
  60. Dennemont J., Roupas A., Heitz M. Differentiation of Campylobacter jejuni, C. coli, C. lary and C. fetus fatty acid profiles obtained by gas chromatography – mass spectrometry and by their hippurate hydrolysis. Mitt. Geb. Lebensmittelunters. Hyg. 1992; Vol.83; №2; P.142-150.
  61. Morgan X.C., Huttenhower C. Chapter: Human microbiome analysis. PLoSComput Biol. 2012; Vol.8 (suppl. 12).
  62. Prakash S., et al. Gut microbiota: next frontier in understanding human health and development of biotherapeutics. Biologics. 2011; Vol.5; P.71-86.
  63. Семиглазова Т.Ю., Бриш Н.А., Галунова Т.Ю. и соавт. Роль кишечной микробиоты в формировании ответа на иммунотерапию злокачественных новообразований: состояние проблемы. Медицинский совет. 2018; 10: 128-133.